动物实验作为生命科学研究的核心手段之一，其方法的科学性和操作的规范性直接影响研究结果的可靠性、重复性以及实验伦理的合规性。无论是基础医学中的机制探索，还是临床转化中的药物研发，选择合适的实验方法、严格遵守操作规范都是确保研究成功的关键。本文将系统梳理动物实验的核心方法分类、具体操作流程，并重点解析实验各阶段的注意事项，为科研人员提供实操性指导。

一、动物实验的核心方法分类与应用场景

动物实验方法种类繁多，根据研究目的可分为模型构建方法、干预处理方法、检测评估方法三大类，各类方法需结合实验动物的物种特性、研究问题的核心需求进行选择。

（一）模型构建方法

模型构建是动物实验的基础，其核心是通过人为干预使动物表现出与人类疾病相似的病理状态，常见方法包括以下几类：

1. 基因编辑模型构建：利用 CRISPR-Cas9、锌指核酸酶等技术对动物基因组进行修饰，构建遗传性疾病模型。操作流程通常为：设计靶向载体→受精卵显微注射（或胚胎干细胞介导）→胚胎移植→子代基因型鉴定→纯合子筛选→模型验证。该方法适用于单基因遗传病、肿瘤发生机制等研究，例如构建 APP/PS1 双转基因阿尔茨海默病小鼠模型、EGFR 突变肺癌小鼠模型。注意事项：基因编辑效率受载体设计、注射技术影响较大，需严格控制注射剂量，避免脱靶效应；子代需通过 PCR、测序等方法进行基因型鉴定，确保模型构建成功。
2. 诱导性模型构建：通过化学、物理或生物因素诱导动物产生病理变化，适用于非遗传性疾病研究。化学诱导法常用药物如四氯化碳（诱导肝纤维化）、链脲佐菌素（诱导糖尿病）、二甲苯（诱导炎症模型）；物理诱导法包括手术结扎（如大鼠心肌梗死模型的冠状动脉结扎）、放射线照射（如肿瘤放疗模型）；生物诱导法则通过感染病原体（如流感病毒、结核分枝杆菌）构建感染性疾病模型。该方法的优势是操作简便、成本较低，但需注意诱导剂剂量的精准控制，避免因剂量过高导致动物死亡率过高，或剂量过低无法形成稳定模型。
3. 移植性模型构建：将肿瘤细胞、组织或器官移植到受体动物体内，构建移植模型。常用方法包括皮下移植（将肿瘤细胞悬液注射到小鼠背部皮下，适用于肿瘤生长曲线监测）、原位移植（将肿瘤组织块植入对应器官，如肝癌细胞原位移植到小鼠肝脏，更贴近临床肿瘤生长环境）、异种移植（将人类肿瘤细胞移植到免疫缺陷小鼠体内，如裸鼠、NOD-SCID 小鼠，用于抗肿瘤药物筛选）。操作关键：移植细胞 / 组织的活性需严格检测，移植部位需精准定位，术后需密切观察动物排斥反应（尤其是异种移植模型）。

（二）干预处理方法

干预处理是动物实验的核心环节，目的是探究特定因素对实验动物的影响，常见方法包括药物干预、手术干预、物理干预等：

1. 药物干预：通过口服、腹腔注射、静脉注射、皮下注射等途径给予实验动物药物。口服给药适用于易溶于水或饲料的药物，操作简便，但需注意动物的进食量和药物吸收效率；腹腔注射是最常用的给药方式，药物吸收快，适用于多种药物类型，但需避免刺伤内脏（进针角度以 30°-45° 为宜，避开膀胱和肝脏区域）；静脉注射（如小鼠尾静脉注射）适用于需要快速起效或精准剂量的药物，操作难度较高，需熟练掌握穿刺技巧，避免药物外渗导致组织坏死；皮下注射适用于缓释药物或需要局部作用的药物，注射部位通常选择背部或颈部皮肤松弛处。注意事项：药物剂量需根据动物体重精确计算，给药频率需结合药物代谢动力学特征确定，给药过程中需观察动物的反应，如出现呕吐、抽搐等异常需及时处理。
2. 手术干预：通过外科手术对动物进行器官切除、组织损伤、植入装置等操作，如小鼠去卵巢手术（构建骨质疏松模型）、大鼠大脑中动脉阻塞手术（构建脑梗死模型）、植入微透析探针（用于体内代谢物检测）。手术操作的核心要求：术前需对动物进行麻醉（常用麻醉剂如戊巴比妥钠、异氟醚，需根据动物体重控制剂量，避免麻醉过深导致死亡）；手术器械需严格灭菌，手术环境需保持无菌，避免术后感染；术中需密切监测动物的生命体征（呼吸、心率、体温），及时止血；术后需给予镇痛药物（如丁丙诺啡），减少动物痛苦，同时提供温暖、清洁的饲养环境，促进恢复。
3. 物理干预：包括放射线照射、超声刺激、温度胁迫等，如利用 γ 射线照射小鼠构建免疫抑制模型，利用超声碎石仪治疗动物肾结石模型，通过低温环境（4℃）诱导动物产生应激反应。操作注意：物理干预的强度、时间需精准控制，例如放射线照射剂量过高会导致动物多器官损伤，过低则无法达到实验效果；干预过程中需避免对操作人员造成伤害，如放射线照射需在专用防护设备中进行。

（三）检测评估方法

检测评估是获取实验数据的关键，需根据研究目的选择合适的检测指标和方法，常见包括行为学检测、生理生化检测、组织病理学检测等：

1. 行为学检测：用于评估动物的神经系统功能、运动能力、认知能力等，如小鼠 Morris 水迷宫实验（检测空间学习记忆能力）、旷场实验（检测自主活动能力和焦虑水平）、转棒实验（检测运动协调能力）。操作注意：检测前需让动物适应实验环境（通常适应 1-2 天）；检测时间需固定（如每天同一时间段），避免昼夜节律对结果的影响；实验设备需定期清洁，避免气味残留干扰动物行为；每组动物数量需足够（通常≥8 只），以保证统计效力。
2. 生理生化检测：通过检测动物血液、尿液、组织匀浆等样本的生化指标，评估器官功能和代谢状态，如血常规（检测白细胞、红细胞数量，评估炎症反应和贫血情况）、肝功能指标（ALT、AST、胆红素）、肾功能指标（肌酐、尿素氮）、血糖、血脂等。注意事项：样本采集需规范，如采血时需避免溶血（溶血会影响 ALT、AST 等指标检测结果）；血液样本需及时离心分离血清或血浆，避免放置时间过长导致指标变化；检测试剂需在有效期内使用，严格按照试剂盒说明书操作。
3. 组织病理学检测：通过对动物组织进行切片、染色，观察组织形态结构变化，如 HE 染色（观察组织炎症细胞浸润、细胞形态异常）、免疫组化染色（检测特定蛋白的表达定位）、TUNEL 染色（检测细胞凋亡）。操作关键：组织样本需及时固定（常用 4% 多聚甲醛），避免组织自溶；切片厚度需均匀（通常 5-10μm）；染色过程中需控制染色时间和温度，避免染色过深或过浅；显微镜观察时需随机选择视野，避免主观偏差。

二、动物实验全流程注意事项

（一）实验设计阶段

1. 动物选择合理性：根据研究目的选择合适的物种、品系、年龄、性别。例如，小鼠繁殖周期短、成本低，适用于大规模筛选实验；大鼠体型较大，适用于外科手术和血液样本采集；非人灵长类动物（如猕猴）与人类亲缘关系近，适用于神经科学、疫苗研发等研究，但需严格遵守伦理规范。同一实验中动物的年龄、性别需一致，避免因个体差异影响结果。
2. 样本量估算：通过统计学方法估算所需动物数量，避免样本量过少导致结果不可靠，或样本量过多造成资源浪费和伦理争议。常用样本量估算方法包括 t 检验、方差分析等，可借助统计软件（如 SPSS、GraphPad Prism）进行计算。
3. 伦理审批：所有动物实验必须经过机构动物伦理委员会（IACUC）审批，提交实验方案、动物福利保障措施等材料，确保实验符合 3R 原则（替代、减少、优化），严禁未经审批开展实验。

（二）动物饲养与适应阶段

1. 饲养环境控制：动物饲养室需保持温度（20-26℃）、湿度（40%-70%）稳定，光照周期为 12 小时光照 / 12 小时黑暗；笼具需定期清洁消毒，垫料需及时更换（通常每周 2-3 次）；饲料和饮水需无菌，避免污染。
2. 动物适应期：新购入的动物需在饲养室适应 3-7 天，期间观察动物的精神状态、进食量、排便情况，排除健康问题；适应期内避免进行任何实验操作，减少动物应激反应。
3. 个体标识：实验前需对动物进行个体标识，常用方法包括耳标、耳缺、染色标记等，标识需清晰、持久，避免混淆。

 
动物实验的科学性和规范性是研究结果可靠的前提，也是保障动物福利、符合伦理要求的基础。科研人员需熟练掌握核心实验方法，严格遵守全流程注意事项，兼顾科学研究与伦理责任，推动生命科学研究的健康发展。
图片来自新华社